第４４卷第１期 东北农业大学学报 ４４ｆ１）：１４９－１５３ ２０１３年１月 Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｎｏｒｔｈｅａｓｔ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ Ｊａｎ．２０１３ 谷胱甘肽Ｓ一转移酶的研究进展 陈秀华 ， 。，王臻昱 ，李先平。～，朱延明。，刘 丽 ，陈 威Ｌ ，陈 勤。・ （１．云南省农业科学院粮食作物研究所，昆明６５０２０５；２．云南田瑞种业有限公司，昆明６５０２０５； ３．东北农业大学生命科学学院，哈尔滨１５００３０；４．中国科学院东北地理与生态研究所，哈尔滨１５００８１； ５．云南省农业科学院经济作物研究所，昆明６５０２０５； ６．加拿大农业与农业食品部莱斯布里奇研究中心，加拿大艾伯塔省莱斯布里奇Ｔ１Ｊ４Ｂ１） 摘 要：植物谷胱甘肽ｓ一转移酶（ＧＳＴｓ）是一种普遍存在的参与多种细胞功能的蛋白，具有参与初生代谢、 次生代谢、除草剂解毒作用和保护植物免受氧化损伤及异源物质隔离等作用。同时，它又能作为配体蛋白在植物 激素代谢方面发生作用。文章对ＧＳＴｓ的结构和功能进行概述，并详细阐述了国内外植物ＧＳＴｓ的研究，特剐是在 参与植物非生物胁迫方面的进展，以期对植物抗逆基因工程的研究提供参考和理论依据。 关键词：可溶性ＧＳＴｓ；二聚体；异源物质；非生物胁迫 中图分类号：Ｑ９４６．５ 文献标志码：Ａ 文章编号：１００５—９３６９（２０１３）０１—０１４９—０５ 陈秀华，王臻昱，李先平，等．谷胱甘肽Ｓ一转移酶的研究进展［Ｊ】．东北农业大学学报，２０１３，４４（１）：１４９—１５３． Ｃｈｅｎ Ｘｉｕｈｕａ，Ｗａｎｇ Ｚｈｅｎｙｕ，Ｌｉ Ｘｉａｎｐｉｎｇ，ｅｔ ａ１．Ｒｅｓｅａｒｃｈ ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｏｎ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ［Ｊ］．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｎｏ￣ｈｅａｓｔ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ ＵｎｉｖｅｒｓｉｔＹ，２０１ ３，４４（１）：１ ４９—１ ５３．（ｉｎ Ｃｈｉｎｅｓｅ ｗｉｔｈ Ｅｎｇｌｉｓｈ ａｂｓｔｒａｃｔ） Ｒｅｓｅａｒｃｈ ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｏｎ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ—ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ／ｃＨＥＮ Ｘｉｕｈｕａ￣ ｔｚ一．ＷＡＮＧ Ｚｈｅｎｙｕ ，ＬＩ Ｘｉａｎｐｉｎｇ。ｌ ５ ＺＨＵ Ｙａｎｍｉｎｇ。，ＬＩＵ Ｌｉ ，ＣＨＥＮ Ｗｅｉ ，ＣＨＥＮ Ｑｉｎ。・。（１．Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ ｏｆ Ｆｏｏｄ Ｃｒｏｐｓ，Ｙｕｎｎａｎ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ，Ｋｕｎｍｉｎｇ ６５０２０５，Ｃｈｉｎａ；２。Ｙｕｎｎａｎ Ｔｉａｎ Ｒｕｉ Ｓｅｅｄ Ｃｏｍｐａｎｙ，Ｌｔｄ．，Ｋｕｎｍｉｎｇ ６５０２０５，Ｃｈｉｎａ；３．Ｓｃｈｏｏｌ ｏｆ Ｌ№Ｓｃｉｅｎｃｅｓ，Ｎｏｒｔｈｅａｓｔ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ， Ｈａｒｂｉｎ １ ５００３０，Ｃｈｉｎａ；４．Ｎｏｒｔｈｅａｓｔ Ｉｎｓｔｉｔｕｅ ｏｆ Ｇｅｏｇｒａｐｈｙ ａｎｄ Ａｇｒｏｅｃｏｌｏｇｙ，Ｃｈｉｎｅｓｅ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ，Ｈａｒｂｉｎ １ ５００８１，Ｃｈｉｎａ；５．Ｉｎｄｕｓｔｒｉａｌ Ｃｒｏｐｓ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｉｎｓｔｉｔｕｔｅ，Ｙｕｎｎａｎ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ａｇｒｉｃｕｌ— ｔｕｒａｌ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ，Ｋｕｎｍｉｎｇ ６５０２０５，Ｃｈｉｎａ；６．Ｌｅｔｈｂｒｉｄｇｅ Ｒｅｓｅａｒｃｈ Ｃｅｎｔｒｅ，Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ ａｎｄ Ａｇｒｉ—Ｆｏｏｄ Ｃａｎａｄａ，Ｌｅｔｈｂｒｉｄｇｅ ＡＩｂｅｒｔａ Ｔ１Ｊ４Ｂ１，Ｃａｎａｄａ） Ａｂｓｔｒａｃｔ：Ｐｌａｎｔ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ—ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ（ＧＳＴｓ）ａｒｅ ｕｂｉｑｕｉｔｏｕｓ ｐｒｏｔｅｉｎ ａｎｄ ｉｎｖｏｌｖｅ ｉｎ ａ ｖａｒｉｅｔｙ ｏｆ ｉｎｔｒａｃｅｌｌｕｌａｒ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ，ｗｈｉｃｈ ｉｎｃｌｕｄｅ ｐｒｉｍａｒｙ ａｎｄ ｓｅｃｏｎｄａｒｙ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍｓ，ｈｅｒｂｉｃｉｄｅ ｄｅｔｏｘｉｉｆｃａｔｉｏｎ ａｎｄ ｐｌａｎｔ ｐｒｏｔｅｃｔｉｏｎ ａｇａｉｎｓｔ ｏｘｉｄａｔｉｖｅ ｄａｍａｇｅｓ ａｎｄ ｘｅｎｏｂｉｏｔｉｃｓ ｃｏｍｐａｒｔｍｅｎｔ．Ａｔ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｔｉｍｅ，ｔｈｅｙ ｃａｎ ｗｏｒｋ ａｓ ｌｉｇａｎｄｉｎｓ ｔｏ ｍｏｄｕｌａｔｅ ｐｌａｎｔ ａｕｘｉｎ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ．Ｔｈｅ ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎ ｏｆ ＧＳＴｓ ｗｅｒｅ ｒｅｖｉｅｗｅｄ ａｓ ｗｅｌｌ ａｓ ｔｈｅ ｒｅｓｅａｒｃｈ ｐｒｏｇｒｅｓｓ ｅｓｐｅｃｉａｌｌｙ ｏｎ ｐｌａｎｔ ａｂｉｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓ ｉｎ ｄｏｍｅｓｔｉｃ ａｎｄ ａｂｒｏａｄ． Ｔｈｅ ｋｎｏｗｌｅｄｇｅ ａｎｄ ｔｈｅｏｒｙ ｓｈｏｕｌｄ ｐｌａｙ ａ ｖｅｒｙ ｉｍｐｏ￣ａｎｔ ｒｏｌｅ ｉｎ ｅｎｇｉｎｅｅｒｉｎｇ ｒｅｓｅａｒｃｈｅｓ ｏｎ ｐｌａｎｔ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｔｏ ｓｔｒｅｓｓｅｓ． Ｋｅｙ ｗｏｒｄｓ：ｓｏｌｕｂｌｅ ＧＳＴｓ；ｄｉｍｅｒ；ｘｅｎｏｂｉｏｔｉｃｓ；ａｂｉｏｔｉｃ ｓｔｒｅｓｓ 收稿日期：２０１１－０９—２３ 基金项目：“十二五”农村领域国家科技计戈￣（２０１ＩＡＡ１０Ａ１０３—２）；云南省高端人才项目（２０１１ＨＡＯ０１）；国家自然科学基金（３０４７１０５９） 作者简介：陈秀华（１９８３一），女，助理研究员，博士研究生，研究方向为植物基因工程与分子生物学。Ｅ—ｍａｉｌ：ｅｘｈ１５０６００＠１２６．ｅｏｍ 通讯作者：陈勤，研究员，博士生导师，研究方向为细胞与分子遗传学。Ｅ－ｍａｉｌ：ｑｉｎ．ｃｈｅｎ＠ａｇｒ．ｇｃ．ｃａ 东北农业大学学报 第４４卷 植物谷胱甘肽ｓ一转移酶（Ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ—ｔｒａｎｓ— ｆｅｒａｓｅｓ，ＧＳＴｓ，ＥＣ ２．５．１．１８）是一类普遍存在的， 由一个庞大而复杂的基因家族所编码，具有多种 生物学功能的一组同工酶。这类酶用于催化谷胱 ｔａｕ亚基来说，只有同一类型的亚基才能二聚化。 在重组细菌中共表达ＧＳＴｓ亚基显示二聚体化是自发 的，但这种自发性仅限同类亚基 。玉米ｔａｕ ＧＳＴｓ ＺｍＧＳＴ Ｖ和ｚｍＧｓＴⅥ亚基形成异源二聚体和同 甘肽与有毒异源物或氧化产物结合，从而促进此 类物质的代谢、区域化隔离或清除。根据序列相 似性可将其分为三种类型（Ｉ，Ⅱ，Ⅲ）［１１，Ｉ型包 括具有除草剂解毒活性的ＧＳＴｓ，这类基因均包括３ 个外显子；１１１型为植物激素诱导的ＧＳＴｓ，包括两 个外显子；Ⅱ型有１０个外显子，与哺乳动物的 源二聚体的可能性是相同的，然而ｐｈｉ ＧＳＴｓ ＺｍＧＳＴ Ｉ和ＺｍＧＳＴⅡ亚基更倾向于形成异源二聚体 ］。 ｘ射线晶体衍射显示拟南芥和玉米的三个ｐｈｉ 类ＧＳＴｓ有相似的三维拓扑结构，但却仅有２０％的 序列相同。每个亚基Ｎ末端域均有保守的结合谷 胱甘肽的Ｇ位点，ｃ末端的Ｈ位点为谷胱甘肽的 ｚｅｔａ ＧＳＴｓ相近。有学者建议将拟南芥中类似于 哺乳动物ｔｈｅｔａ ＧＳＴｓ划分为Ⅳ型 。另有将其分为 八种亚类，其中ｐｈｉ，ｔａｕ，ｔｈｅｔａ，ｚｅｔａ，ｌａｍｂｄａ和 ＤＨＡＲ（Ｄｅｈｙｄｒｏａｓｃｏｒｂａｔｅ ｒｅｄｕｃｔａｓｅ，谷胱甘肽依赖 的抗坏血酸还原酶）和ＴＣＨＱＤ（Ｔｅｔｒａｃｈｌｏｒｏｈｙｄｒｏ— ｑｕｉｎｏｎｅ ｄｅｈａｌｏｇｅｎａｓｅ，四氯代氢醌脱卤素酶）亚类 为可溶性ＧＳＴｓ，可溶性的植物谷胱甘肽还原酶也 是本文主要探讨的内容。另一个亚类为微粒体的 ＧＳＴｓ口］，它和主要的ＧＳＴ超家族关系不大，但是具 有相似的谷胱甘肽依赖的活性，在谷胱甘肽代谢 中是一种膜关联蛋白。动物上也有ｔｈｅｔａ和ｚｅｔａ相 似结构的ＧＳＴｓ，其余结构均为植物所特有 。基因 分析和植物基因组工程表明，ＧＳＴｓ由超过４０种基 因编码，而这些编码蛋白仅有１０％的序列相似 性 。大豆中有２５个ＧＳＴｓ基因，玉米中有４２个 ， 而拟南芥中有４８个该基因家族成员，其中ｔａｕ和 ｐｈｉ最为丰富。ＧＳＴｓ对于细胞异源物质的清除，细 胞解毒作用，以及提高植物对非生物胁迫的耐受 具有重要作用。 １ ＧＳＴｓ的结构 可溶性ＧＳＴ是分子质量为５０ ｋｕ二聚体疏水蛋 白Ｈ，每个亚基大小为２３—３０ ｋｕ。目前，已了解结 构信息的植物ＧＳＴｓ包括拟南芥ｐｈｉ和ｚｅｔａ亚类、小 麦、水稻ＧＳＴ１（ＯｓＧＳＴＵ１）和玉米的ｔａｕ亚类。 ＧＳＴｓ基因的序列相似性较低，但通过对大量 ＧＳＴ蛋白晶体结构的研究发现ＧＳＴ蛋白结构具有高 度保守性。每个亚单元包括两个不同的域，Ｎ末端 和ｃ末端是由一个Ｏ／螺旋连接的分别黼愀结 构的不同基序。大部分胞液ＧＳＴｓ以同质或异质二 聚体亚基形式发挥酶活性。植物中唯一有活性的 ＧＳＴｓ单体是拟南芥ｌａｍｂｄａ和ＤＨＡＲｓ同。对于ｐｈｉ和 结合提供一个高度保守的天冬氨酸残基和能够与 疏水配体结合的大部分残基嘲。Ｇ位点是接纳ＧＳＨ 的特异部位，并且该位点能促成有催化活性的谷 胱甘肽硫负离子形成。在三个ｐｈｉ ＧＳＴｓ中，活性部 位位于两个亚基构成的大开口裂缝的其中一个侧 面上，平面和球形的大分子可以通过，而且每个 活性位点和邻近亚基有较轻微相互作用ｐ 。 ２ ＧＳＴｓ的功能 ２．１解毒功能 ＧＳＴｓ最重要的一个功能就是失活有毒化合物 的能力。异源物质在植物体内的代谢主要分为三 个阶段：阶段Ｉ（转化）、阶段Ⅱ（结合）和阶段Ⅲ （区域化） 。ＧＳＴｓ能催化谷胱甘肽中巯基基团对 不同亲电分子进行亲核攻击，使外源性化合物与 内源的还原谷胱甘肽（ＧＳＨ）发生结合反应… 。许多 外源化学物在生物转化阶段Ｉ中极易形成某些生物 活性中间产物，它们可与细胞生物大分子重要成 分发生共价结合，对机体造成损害。谷胱甘肽与 其结合后，可防止此种共价结合的发生。 ２．２跨膜运输定位 在植物中，很多次生代谢物对植物，甚至对 产生它们的细胞都是有毒的。因此，将它们定位 到合适部位（通常为液泡）很关键。谷胱甘肽泵能 够识别与ＧＳＨ结合而标记的内源底物和异源物 质。在酶的作用下，ＡＴＰ依赖的膜泵能够识别和转 运轭合物跨膜排泄或隔离。花青素需要与ＧＳＨ结 合才能转运到液泡中ｎ。ｌ。色素在胞液中不当的滞留 不但阻碍色素形成，而且会对细胞产生毒性ｎ 。 ２．３保护细胞免受氧化损失 羟自由基起始的氧化损伤内源产物具有很高 的细胞毒性。包括膜脂过氧化物和ＤＮＡ氧化降解 第ｌ期 陈秀华等：谷胱甘肽ｓ一转移酶的研究进展 －１５１・ 产物等。ＧＳＴｓ使ＧＳＨ和这种内源的亲电体结合已 达到脱毒的作用。某些ＧＳＴｓ也作为谷胱甘肽过氧 化物酶直接发挥脱毒作用 。 ２．４配体蛋白：非酶结合和胞内运输 ＧＳＴｓ还可能作为配体蛋白起作用。作为非底 物配体的化合物，它们与ＧＳＴｓ绑定的位点与酶催 化位点不同。植物中某些ＧＳＴｓ作为天然植物激素 ＩＡＡ的载体发挥作用。它们之间会形成植物激素结 合蛋白而不是ＩＡＡ—ＧＳＨ共轭物。拟南芥ＧＳＴｓ Ａｔｐｍ２４．１能够绑定光亲和的ＩＡＡ类似物。但是这个 酶却不能将ＧＳＨ结合到ＩＡＡ上，所以认为ＩＡＡ类似 物可能结合在距离活性中心较远的另一个结合位点 上，结合方式与类固醇和卟啉衍生物类似 。这种 非酶绑定可能允许ＩＡＡ的临时储存和ＩＡＡ活性、通 过细胞膜的摄人和运输到受体的调控。ＧＳＴｓ配体 蛋白的功能可能与预防分子在膜上或细胞内的过度 积累导致的细胞毒性有关。 ３植物ＧＳＴｓ研究进展 ＧＳＴｓ不仅在正常细胞代谢和异质化合物的解 毒方面均发挥着重要作用，对提高植物耐受不良环 境条件、抵抗损伤等方面同样起重要作用。多种作 物中的ＧＳＴｓ能够受到多种不同环境刺激诱导，如 真菌攻击、干旱胁迫、乙烯和伤口等－． 。 大豆中Ｇ ，４（也称为Ｇｍｈｓｐ２６一Ａ）基因分别作 为热激蛋白和植物激素诱导蛋白被独立克隆。通过 分析这个蛋白与其他ＧＳＴｓ同源性和促使ＧＳＨ和模 式底物ＣＤＮＢ（１－ｃｈｌｏｒｏ一２，４一ｄｉｎｉｔｒｏｂｅｎｚｅｎｅ， １一 氯一２，４一二硝基苯）发生结合的作用，确认它为 ＧＳＴ。除热激和植物激素，包括ＡＢＡ（Ａｂｓｃｉｓｉｃ ａｃｉｄ，脱落酸）、ＫＴ（Ｋｉｎｅｔｉｎ，激动素）、ＧＡ （Ｇｉｂ— ｂｅｒｅｌｌｉｃ ａｃｉｄ，赤霉素）、ＰＥＧ（Ｐｏｌｙｅｔｈｙｌｅｎｅ ｇｌｙｃｏｌ， 聚乙二醇）、ＫＣ１、ＮａＦ和重金属等一系列化学物质 均能诱导ＧＨ２／４信使 ］。 ３．１ ＧＳＴ降低异源物质毒性研究 最早发现的植物ＧＳＴｓ的功能即为它能代谢除 草剂转变为非毒形式。已发现几种主要的除草剂都 能被ＧＳＨ结合，而这种结合不会伤害目的酶。 高等植物中，还原型谷胱甘肽（ＧＳＨ）和ＧＳＴｓ 在降解某些异源物质中起到非常关键的作用。可溶 性的ＧＳＴｓ介导ＧＳＨ或其同系物与除草剂发生结合 反应而引发其降解 。Ｘｕ等用乙草胺处理小米、 高粱和玉米几种作物幼苗以诱导ＧＳＨ和ＧＳＴｓ，当 处理浓度不同时，硫醇含量和ＧＳＴｓ活性先随着处 理浓度升高而升高，达到顶峰时开始下降，且这种 趋势在这几种不同作物上的表现是相同的ｕ 。诱导 的ＧＳＴ活性程度和硫醇含量与不同作物对乙草胺的 抗性程度相关，因此推测内源的ＧＳＨ库水平和ＧＳＴｓ 活性与作物抵抗外源有毒物质的保护机制密切相 关。Ｍａｙ等也认为ＧＳＨ的含量水平对植物抵抗生物 胁迫和非生物胁迫反应能力十分重要ｎ ，结合反应 导致细胞内ＧＳＨ含量突然降低。当体内ＧＳＨ消耗过 多时，胞质中ＧＳＨ库含量的恢复速度可能影响植物 抵抗胁迫的能力和对除草剂的耐受性ｎ’１。 玉米ＧＳＴＩＶ可以响应安全剂和一系列除草剂的 胁迫。安全剂就是通过激活ＧＳＴ基因来加快植物体 内除草剂代谢的ｎ 。 ３．２ ＧＳＴｓ在植物非生物胁迫中的作用 先前的研究表明植物ＧＳＴｓ基因可以响应多种 非生物胁迫，包括脱水、ｕＶ、冷害、干旱、高盐 和ＡＢＡｔ ］。表明ＧＳＴｓ基因在植物抵抗非生物胁迫 反应中发挥着重要作用。 ３．２．１低温 在烟草中超量表达一种同时编码谷胱甘肽Ｓ一 转移酶和谷胱甘肽过氧化物酶（ＧＰＸ）活性酶的 ｃＤＮＡ，其ＧＳＴ和ＧＰＸ活性均较野生型高出两倍。 在寒冷胁迫条件下这些ＧＳＴ／ＧＰＸ超量表达的烟草 幼苗的生长速度显著高于对照。冷胁迫条件下，转 基因烟草中氧化型谷胱甘肽（ＧＳＳＧ）含量显著高于 野生型，用ＧＳＳＧ处理野生型幼苗可加速其生长， 而用还原型的谷胱甘肽或用其他巯基还原剂处理野 生型幼苗则会抑制其生长。因此，超量表达ＧＳＴ／ ＧＰＸ可加速转基因烟草幼苗在冷胁迫条件下的生 长，而这种现象可能是谷胱甘肽库中氧化型谷胱甘 肽含量高造成的㈣。 Ｈｕａｎｇ等从鳞翅目云杉蚜虫一云杉卷叶蛾中克 隆得到一种谷胱甘肽ｓ一转移酶基因，并将其转入 模式植物拟南芥中口”。分别将转基因拟南芥和野生 型拟南芥置于４和１０℃条件下４８ ｈ研究其对于低温 的耐受作用。在４和１０℃处理４８ ｈ后，检测到转基 因拟南芥的ＧＳＴ活性分别高于野生型４６．６％和 ３５．７％，转基因拟南芥相对膜透性和丙二醛含量均 高于野生型，而叶绿素含量和脯氨酸含量均低于野 生型。转基因拟南芥在０ ｏＣ处理２４ ｈ成活率为 东北农业大学学报 第４４卷 ４３．７％，而野生型成活率仅为２８．３％。结果表明插 入ＧＳＴ基因可增强转基因拟南芥的耐寒性。在水稻 中表达盐地碱蓬的ＧＳＴ或共表达ＧＳＴ和ＣＡＴ１ ４ 展 望 植物对干旱、盐碱及低温耐性的强弱不只由某 一（Ｃａｔａｌａｓｅ １，过氧化氢酶１）基因，低温处理后，转 基因植株的ＧＳＴ和ＣＡＴ活性及ＰｓⅡ最大光化学效 率都比未转入这两种基因的对照高；细胞膜透性及 Ｈ２Ｏ 和丙二醛（Ｍａｌｏｎｄｉａｌｄｅｈｖｄｅ，ＭＤＡ）的含量则低 于对照。说明ＧＳＴ和ＧＳＴ＋ＣＡＴ１基因在转基因水稻 幼苗的表达能够提高其对低温的抗性ｒｚ 。 个因子决定，其性状受众因子的共同影响。这种 抵抗非生物胁迫复杂的机制加大了采用基因工程方 法有效改良植物胁迫耐Ｉ生的困难程度。通过分子育 种导人或改良个别功能基因对提高植物抗逆性有 限，难以满足生产需要，即使进行多基因的联合导 人，各基因间的相互协调问题难以解决。深入了解 ＧＳＴｓ基因功能和调控机制，将有助于抗逆转基因 ３．２．２干旱 植物生长和产量受到多种非生物胁迫因子的负 向影响。Ｇｅｏｒｇｅ等应用耐干旱的菜荑牧豆树作为 模式植物体系用于开发非生物胁迫耐受基因的功 能 。用干旱胁迫２月龄的莱荑牧豆树的叶片建立 ｃＤＮＡ文库，通过对该文库进行大规模的随机ＥＳＴ 测序，鉴定出三个不同的由生长素诱导的谷胱甘肽 转移酶。ＰｊＧＳＴＵ１是其中的一个定位于线粒体，并 可提高转基因烟草干旱耐受能力的ＧＳＴ基因。在大 肠杆菌中超量表达ＰｊＧＳＴＵ１，重组菌种ＰｉＧＳＴＵ１蛋 白是由一个功能性的同源二聚体构成的，具有谷胱 甘肽转移酶和谷胱甘肽过氧化物酶的活性。转 ＰｊＧＳＴＵ１基因烟草株系在１５％ＰＥＧ胁迫下较非转基 因烟草生长良好。ＧＦＰ融合技术表明ＰｊＧＳＴＵ１蛋白 定位于转基因烟草的线粒体中。ＰｊＧＳＴＵ１的过氧化 物酶活性和定位于线粒体说明该基因可能对于活性 氧的清除起作用。 ３．２＿３耐盐 存在于土壤和灌溉水中的渗透胁迫物质，离子 毒性物质和高盐，特别是Ｎａ 和ｃｌ一严重损害植物生 长，盐害是作物减产的主要因素之一仁 。 Ｒｏｘａｓ等在烟草中超量表达一种同时编码ＧＳＴ 和ＧＰＸ活性酶的ｃＤＮＡ，在盐胁迫条件下这些ＧＳＴ／ ＧＰＸ超量表达的烟草幼苗的生长速度显著高于对 照 。将克隆于盐地碱蓬中的谷胱甘肽转移酶基因 转化拟南芥，通过对盐胁迫下野生型植株（ＷＹ）和 Ｔ 代纯合子转基因拟南芥植株（ＧＴ）的生物量和谷 胱甘肽（氧化型：ＧＳＳＧ；还原型：ＧＳＨ）含量测量 发现：转基因植株的生物量和ＧＳＳＧ含量在转基因 品系中比野生型的含量均高。试验表明，ＧＳＴ基因 的过量表达能够提高转基因植株在盐胁迫条件下的 生长，这种结果也可能是通过氧化还原型谷胱甘肽 来实现的Ｉ２ 。 育种研究。 ［参考文献】 ［１］Ｍａｒｒｓ Ｋ Ａ．Ｔｈｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ａｎｄ ｒｅｇｕｌａｔｉｏｎ ｏｆ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓ一 Ｉ’ａｓｅｓ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ［Ｊ１．Ａｎｎｕ Ｒｅｖ Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓ Ｐｌａｎｔ Ｍｏｌ Ｂｉｏ１．１９９６． ４７：１２７－１５８． 【２】Ｄｉｘｏｎ Ｄ Ｐ，Ｃｕｍｍｉｎｓ Ｉ，Ｃｏｌｅ Ｄ Ｊ，ｅｔ ａ１．Ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ－ｍｅｄｉａｔｅｄ ｄｅｔｏｘｉｉｆｅａｔｉｏｎ ｓｙｓｔｅｍｓ ｉｎ ｐｌａｎｔｓ［Ｊ１．Ｃｕｒｒｅｎｔ Ｏｐｉｎｉｏｎ ｉｎ Ｐｌａｎｔ Ｂｉｏｌｏｇｙ，１９９８（１）：２５８－２６６． 【３】Ｍｏｈｓｅｎｚａｄｅｈ Ｓ，Ｅｓｍａｅｉｌｉ Ｍ，Ｍｏｏｓａｖｉ Ｆ，ｅｔ ａ１．Ｐｌａｎｔ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｃｌａｓｓｉｆｉｃａｔｉｏｎ，ｓｔｒｕｃｔｕｒｅ ａｎｄ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ［Ｊ［．Ａｆｒｉｃａｎ Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｂｉｏｔｅｃｈｎｏｌｏｇｙ，２０１ １，１０（４２）：８１６０—８１６５． ［４］Ｄｉｘｏｎ Ｄ Ｐ，Ｌａｐｔｈｏｒｕ Ａ，Ｅｄｗａｒｄｓ Ｒ．Ｐｌａｎｔ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ ｔｒｎａｓｆｅｒａｓｅｓ ［ＪＩ＿Ｇｅｎｏｍｅ Ｂｉｏｌ，２００２，３（３）：１－１０． ［５】ＭｃＧｏｎｉｇｌｅＢ，Ｋｅｅｌｅｒ Ｓ Ｊ，Ｌａｕ ＳＭＣ，ｅｔ ａ１．Ｇｅｎｏｍｉｃｓ ａｐｐｒｏａｃｈｔｏ ｔｈｅ ｃｏｍｐｒｅｈｅｎｓｉｖｅ ａｎａｌｙｓｉｓ ｏｆ ｔｈｅ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｇｅｎｅ ｆａｍｉｌｙ ｉｎ ｓｏｙｂｅａｎ ａｎｄ ｍａｉｚｅ［Ｊ１．Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌ，２０００，１２４（３）： １１０５—１１２０． ［６］Ｃｒｏｍｅｒ Ｂ Ａ，Ｍｏｒｔｏｎ Ｃ Ｊ，Ｂｏａｒｄ Ｐ Ｇ，ｅｔ ａ１．Ｆｒｏｍ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｔｏ ｐｏｒｅ ｉｎ ａ ＣＬＩＣ［Ｊ］．Ｅｕｒ Ｂｉｏｐｈｙｓ Ｊ，２００２，３１（５）：３５６－ ３６４． 【７】 Ｓｏｍｍｅｒ Ａ，Ｂｉｇｇｅｒ Ｐ．Ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｒｅｃｏｍｂｉｎａｎｔ ｃｏｒｎ ｇｌｕ— ｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｉｓｏｆｏｒｍｓ Ｉ，ＩＩ，ＩＩＩ ａｎｄ ＩＶ［Ｊ］．Ｐｅｓｔｉｃ Ｂｉｏｃｈｅｍ Ｐｈｙｓ，１９９９，６３（３）：１２７—１３８． ［８］Ｓｈｅｅｈａｎ Ｄ，Ｍｅａｄｅ Ｇ，Ｆｏｌｅｙ Ｖ Ｍ，ｅｔ ａ１．Ｓｔｕｒｃｔｕｒｅ，ｆｕｎｃｔｉｏｎ ａｎｄ ｅｖｏｌｕｔｉｏｎ ｏｆ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｓ：Ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ｆｏｒ ｃｌａｓｓｉｉｆｃａ— ｔｉｏｎ ｏｆ ｎｏｎ－ｍａｍｍａｌｉａｎ ｍｅｍｂｅｒｓ ｏｆ ａｎ ａｎｃｉｅｎｔ ｅｎｚｙｍｅ ｓｕｐｅｒ— ｆａｍｉｌｙ ｆＪ］．Ｂｉｏｃｈｅｍｉｃａｌ Ｊｏｕｒｎａ１．２００１，３６０（Ｐｔ１）：１－１６． 【９］ Ｅｄｗａｒｄｓ Ｒ，Ｄｉｘｏｎ Ｄ Ｐ，Ｗａｌｂｏｔ Ｖ．Ｐｌａｎｔ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ—ｔｒａｎｓ— ｆｅｒａｓｅｓ：Ｅｎｚｙｍｅｓ ｗｉｔｈ ｍｕｌｔｉｐｌｅ ｆｕｎｃｔｉｏｎｓ ｉｎ ｓｉｃｋｎｅｓｓ ａｎｄ ｉｎ ｈｅａｌｔｈ 『Ｊ１．Ｔｒｅｎｄｓ ｉｎ Ｐｌｎａｔ Ｓｃｉｅｎｃｅ ５，２０００（５）：１９３－１９８． 第１期 陈秀华等：谷胱甘肽Ｓ一转移酶的研究进展 ・１５３・ ［１０］ Ｓａｎｄｅｒｍａｎｎ Ｈ．Ｈｉｇｈｅｒ－ｐｌａｎｔ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｏｆ ｘｅｎｏｂｉｏｔｉｃｓ：Ｔｈｅ ｇｒｅｅｎ ｌｉｖｅｒ ｃｏｎｃｅｐｔ［Ｊ］．Ｐｈａｒｍａｃｏｇｅｎｅｔｉｃｓ，１９９４，４：２２５—２４１． Ｋａｍｐｒａｎｉｓ Ｓ Ｃ，Ｄａｍｉａｎｏｖａ Ｒ，Ａｔａｌｌａｈ Ｍ，ｅｔ ａ１．Ａ ｎｏｖｅｌ ｐｌａｎｔ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ／ｐｅｒｏｘｉｄａｓｅ ｓｕｐｐｒｅｓｓｅｓ Ｂａｘ ｌｅｔｈａｌｉｔｙ ｉｎ ｙｅａｓｔ［Ｊ］．Ｊ Ｂｉｏｌ Ｃｈｅｍ，２０００，２７５：２９２０７—２９２１６。 Ｉ１２】 Ｍａｎ＇ｓ Ｋ Ａ，Ａｌｆｅｎｉｔｏ Ｍ Ｒ，Ｌｌｏｙｄ Ａ Ｍ，ｅｔ ａ１．Ａ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｉｎｖｏｌｖｅｄ ｉｎ ｖａｃｕｏｌａｒ ｔｒａｎｓｆｅｒ ｅｎｃｏｄｅｄ ｂｙ ｔｈｅ ｍａｉｚｅ ｇｅｎｅ Ｂｒｏｎｚｅ－２［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ，１９９５，３７５：３９７－４００． 【１３】 Ｂａｔｔｌｉｎｇ Ｄ，Ｒａｄｚｉｏ Ｒ，Ｓｔｅｉｎｅｒ Ｕ，ｅｔ ａ１．Ａｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｗｉｔｈ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ ｐｅｒｏｘｉｄａｓｅ ａｃｔｉｖｉｔｙ ｆｒｏｍ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ： Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｃｌｏｎｉｎｇ ａｎｄ ｆｕｎｃｔｉｏｎａｌ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ［Ｊ］．Ｅｕｒ Ｊ Ｂｉｏ— ｃｈｅｍ，１９９３，２１６：５７９—５８６． Ｉ１４］ Ｚｅｔｔｌ Ｒ，Ｓｃｈｅｌｌ Ｊ，Ｐａｌｍｅ Ｋ．Ｐｈｏｔｏａｆｆｉｎｉｔｙ ｌａｂｅｌｉｎｇ ｏｆ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ ｐｌａｓｍａ ｍｅｍｂｒａｎｅ ｖｅｓｉｃｌｅｓ ｂｙ ５－ａｚｉｄｏ一［７－３Ｈ］ｉｎｄｏｌｅ一３一 ａｃｅｔｉｃ ａｃｉｄ：ｉｄｅｎｔｉｆｉｃａｔｉｏｎ ｏｆ ａ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ［Ｊ］．Ｐｒｏ— ｃｅｅｄｉｎｇｓ ｏｆ ｔｈｅ Ｎａｔｉｏｎａｌ Ａｃａｄｅｍｙ ｏｆ Ｓｃｉｅｎｃｅｓ，１９９４，９１（２）： ６８９—６９３． ［１５］ Ｊａｂｌｏｎｋａｉ Ｉ，Ｈａｔｚｉｏｓ Ｋ Ｋ．Ｉｎ ｖｉｔｒｏ ｃｏｎｊｕｇａｔｉｏｎ ｏｆ ｃｈｌｏｒｏａｃｅｔａｎｉｌｉｄｅ ｈｅｒｂｉｃｉｄｅｓ ａｎｄ ａｔｒａｚｉｎｅ ｗｉｔｈ ｔｈｉｏｌｓ ａｎｄ ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｉｏｎ ｏｆ ｎｏｎｅｎｚｙ— ｍａｔｉｃ ｃｏｎｊｕｇａｔｉｏｎ ｔｏ ｔｈｅｉｒ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ—ｍｅｄｉａｔｅｄ ｍｅｔａｂｏｌｉｓｍ ｉｎ ｃｏｒｎ［Ｊ］．Ｊ Ａｇｒｉｃ Ｆｏｏｄ Ｃｈｅｍ，１９９３，４１：１７３６—１７４２． ［１６１ Ｘｕ Ｇ，Ｔａｏ Ｂ，Ｗａｎｇ Ｙ，ｅｔ ａ１．Ｉｎｄｕｃｔｉｏｎ ｏｆ ｇｌｕｔａｔｂｉｏｎｅ ａｎｄ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｉｎ ｓｅｖｅｒａｌ ｃｒｏｐｓ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｔｒｅａｔｍｅｎｔ ｏｆ ａｃｅｔｏｃｈｌｏｒ［Ｊ］．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｎｏｒｔｈｅａｓｔ Ａｇｒｉｃｕｌｔｕｒｅ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ：Ｅｎｇｌｉｓｈ Ｅｄｉｔｉｏｎ，２００３，１０ｆ２１：１６１—１６５． ［１７］ Ｍａｙ Ｍ Ｊ，Ｖｅｒｎｏｕｘ Ｔ，Ｌｅａｖｅｒ Ｃ，ｅｔ ａ１．Ｇｌｕｔａｔｈｉ０ｎｅ ｈｏｍｅｏｓｔａｓｉｓ ｉｎ ｐｌｎａｔｓ：ｉｍｐｌｉｃａｔｉｏｎｓ ｆｏｒ ｅｎｖｉｒｏｎｍｅｎｔａｌ ｓｅｎｓｉｎｇ ａｎｄ ｐｌａｎｔ ｄｅｖｅｌｏｐ— ｍｅｎｔ［Ｊ］．Ｊ Ｅｘｐ Ｂｏｔ，１９９８，４９：６４９—６６７． ［１ ８］Ｊｅｐｓｏｎ Ｉ，Ｌａｙ Ｖ Ｊ，Ｈｏｌｔ Ｄ Ｃ，ｅｔ ａ１．Ｃｌｏｎｉｎｇ ａｎｄ ｃｈａｒａｃｔｅｒｉｚａｔｉｏｎ ｏｆ ｍａｉｚｅ ｈｅｒｂｉｃｉｄｅ ｓａｆｅｎｅｒ－ｉｎｄｕｃｅｄ ｃＤＮＡｓ ｅｎｃｏｄｉｎｇ ｓｕｂｕｎｉｔｓ ｏｆ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｉｓｏｆｏｒｍｓ Ｉ，ＩＩ ａｎｄ ＩＶｆＪ１．Ｐｌａｎｔ ｍｏｌｅｃｕｌａｒ ｂｉｏｌｏｇｙ，１９９４，２６：１８５５—１８６６． ［１９】ｘｕ Ｆ，Ｌａｇｕｄａｈ Ｅ Ｓ，Ｍｏｏｓｅ Ｓ Ｐ，ｅｔ ａ１．Ｔａｎｄｅｍｌｙ ｄｕｐｌｉｃａｔｅｄ ｓａｆｅｎｅｒ－ｉｎｄｕｃｅｄ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｇｅｎｅｓ ｆｒｏｍ ｔｒｉｔｉｅｕｍ ｔａｕｓｅｈｉｉ ｃｏｎｔｒｉｂｕｔｅ ｔｏ ｇｅｎｏｍｅ ａｎｄ ｏｒｇａｎ—ｓｐｅｃｉｉｆｃ ｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｉｎ ｈｅｘａｐｌｏｉｄ ｗｈｅａｔ［Ｊ］．Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌ，２００２，１３０：３６２—３７３． 【２０］Ｒｏｘａｓ Ｖ Ｐ，Ｓｍｉｔｈ Ｒ Ｋ Ｊｒ，Ａｌｌｅｎ Ｅ Ｒ，ｅｔ ａ１．Ｏｖｅｒｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎ ｏｆ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ ｐｅｒｏｘｉｄａｓｅ ｅｎｈａｎｃｅｓ ｔｈｅ ｇｒｏｗｔｈ ｏｆ ｔｒａｎｓｇｅｎｉｃ ｔｏｂａｃｃｏ ｓｅｅｄｌｉｎｇｓ ｄｕｒｉｎｇ ｓｔｒｅｓｓ［Ｊ］．Ｎａｔｕｒｅ Ｂｉｏｔｅｃｈ，１９９７，１５：９８８—９９１． 【２１］Ｈｕａｎｇ Ｃ，Ｇｕｏ Ｔ，Ｚｈｅｎｇ Ｓ，ｅｔ ａ１．Ｉｎｃｒｅａｓｅｄ ｃｏｌｄ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｉｎ Ａｒａｂｉｄｏｐｓｉｓ ｔｈａｌｉａｎａ ｔｒａｎｓｆｏｒｍｅｄ ｗｉｔｈ Ｃｈｏｎｓｔｏｎｅｕｒａ丘ｍ／ｆｅｒａ，￣ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｇｅｎｅ［Ｊ］．Ｂｉｏｌｏｇｉａ Ｐｌａｎｔａｒｕｍ，２００９，５３ ｆ１１：１８３－１８７． ［２２】赵凤云，王晓云，赵彦修，等．转入盐地碱蓬谷胱甘肽转移酶和 过氧化氢酶基因增强水稻幼苗对低温胁迫的抗性ｉＪＪ．植物生 理与分子生物学学报，２００６，３２（２）：２３１—２３８． ［２３】Ｇｅｏｒｇｅ Ｓ，Ｖｅｎｋａｔａｒａｍａｎ Ｇ，Ｐａｒｉｄａ Ａ．Ａ ｃｈｌｏｒｏｐｌａｓｔ—ｌｏｃａｌｉｚｅｄ ａｎｄ ａｕｘｉｎ—ｉｎｄｕｃｅｄ ｇｌｕｔａｔｈｉｏｎｅ Ｓ－ｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ ｆｒｏｍ ｐｈｒｅａｔｏｐｈｙｔｅ Ｐｒｏｓｏｐｉｓｊｕｌｌｆｉｏｒａ ｃｏｎｆｅｒ ｄｒｏｕｇｈｔ ｔｏｌｅｒａｎｃｅ ｏｎ ｔｏｂａｃｃ（，［Ｊ】．Ｊｏｕｒｎａｌ ｏｆ Ｐｌａｎｔ Ｐｈｙｓｉｏｌｏｇｙ，２０１０，１６７：３１１－３１８． ［２４１化烨，才华，柏锡，等．植物耐盐基因工程研究进展［Ｊ］．东北农 业大学学报，２０１０，４１（１０）：１５０—１５６． ［２５］戚元成，张世敏，王丽萍，等．谷胱甘肽转移酶基因过量表达能 加速盐胁迫下转基因拟南芥的生长【Ｊ】．植物生理与分子生物 学学报，２００４，３Ｏ（５）：５１７—５２２．